diciembre 24, 2023

Ovariosalpingectomía en lacértidos: indicaciones y descripción de la técnica quirúrgica

OVARIOSALPINGECTOMY IN LIZARDS: INDICATIONS AND SURGICAL TECHNIQUE DESCRIPTION




Barrueta-Acevedo, F.M












Resumen








La estasis pre y post-ovulatoria son síndromes reproductivos comúnmente vistos en hembras reptiles mantenidas en cautiverio. Las causas son numerosas y a menudo multifactoriales. La ausencia de una dieta adecuada, temperaturas ambientales menores a las óptimas, estrés por manipulación, fuentes inapropiadas de luz y sitios de anidación inadecuados, son algunas de las causas más comunes de retención de huevos en reptiles en cautiverio; enfermedades locales o sistémicas pueden también conducir a estasis ovulatoria. El tiempo de gestación depende de la especie. Una hembra grávida a menudo dejará de comer por un periodo de 3 a 4 semanas antes de la puesta, pero permanecerá activa. Un cambio en el comportamiento y agitación, puede ocurrir cuando el animal está buscando un sitio para anidar. Una hembra grávida, tranquila y deprimida, indica un problema. La pérdida de peso o masa muscular puede evidenciarse sobre la pelvis, hombros y extremidades. El abdomen puede distenderse dramáticamente, y los huevos a menudo son palpables en el abdomen o visibles en la pared corporal. Las radiografías revelarán espacios ocupados por masas lobuladas en el abdomen caudal. La calcificación de los huevos puede verse en caso de estasis post-ovulatoria. Si la estasis no responde a la corrección de los factores medioambientales o de la dieta; o cuando el uso de oxitocina es inapropiado o no responsivo, la cirugía debe ser considerada.








Palabras clave: estasis pre y post-ovulatoria, ovariosalpingectomía, lacértidos, distocia.












Abstract








Both pre and post ovulatory egg stasis are common reproductive syndromes in captive female reptiles. The causes are numerous and often multifactorial. Lack of proper diet, less than optimal environmental temperatures, handling stress, improper light sources and inadequate nesting sites are some of the common causes of egg stasis in captive reptiles. Local or systemic disease may also lead to egg stasis. The gestation time is depending on the specie. Gravid female will often stop eating for a 3-4 week period prior to egg laying, but remain active. A change in behavior and restlessness may occur as the reptile seeks a nesting site. A quiet, depressed, gravid female indicates a problem. Loss of weight or muscle mass may be evident over the pelvis, shoulders and limbs. The abdomen may distend dramatically, and eggs will often be palpable in the abdomen or visible on the body wall. Radiographs will reveal lobulated space-occupying masses in the caudal abdomen. Calcification of eggs may be visible in case of post-ovulatory egg stasis. If egg stasis falls to respond to correction of environmental or dietary factors or the use of oxytocin is inappropriate or is appropriate but nonresponsive, surgery should be pursued.








Key words: pre and post-ovulatory stasis, ovariosalpingectomy, lizards, dystocia












Introducción








Con la llegada de la estación reproductiva, en los ovarios de las hembras que están sanas y en buena condición corporal, comienza la maduración de los folículos. Esta maduración consiste, fundamentalmente, en un aumento del tamaño de los óvulos debido a la incorporación del vitelo a su citoplasma. Se pasa así de un folículo inmaduro de unos cuantos milímetros de diámetro a un folículo maduro de varios centímetros. Al completarse la maduración del folículo se produce la ovulación, pasando éste al oviducto.








En caso de realizarse la cópula es en el oviducto donde se produce la fecundación y donde el huevo adquiere sus cubiertas protectoras (membrana previtelina, albúmina, cáscara y cutícula). El ciclo se cierra con la puesta de los huevos. En el caso de los reptiles, las puestas suelen ser múltiples. De este modo, el ciclo reproductivo de la mayoría de los reptiles, podría resumirse de la siguiente forma: desarrollo folicular, ovulación, fecundación, formación de los huevos y puesta.








Sin embargo, en cautiverio son frecuentes las distocias, las dos más frecuentes son la estasis folicular o preovulatoria y la estasis postovulatoria.








Estasis folicular o preovulatoria 




En la estasis preovulatoria, los folículos se desarrollan en el ovario, pero la ovulación no llega a producirse. De este modo, los folículos continúan aumentando de tamaño en los ovarios, pudiendo llegar a fusionarse entre sí. El riesgo de que se rompan es grande, con lo que se vertería vitelo en la cavidad celómica y se produciría celomitis y la muerte de la hembra. Aunque se ha citado la posibilidad de que los folículos estásicos pueden reabsorberse en los ovarios, hasta la fecha los autores especialistas en el género, no han encontrado ningún caso.








Estasis postovulatoria




Aquí sí se produce ovulación. Los óvulos pasan al oviducto, adquieren todas o alguna de las cubiertas protectoras, pero no se produce la puesta. Los huevos estancados en el oviducto crean un problema mecánico por compresión de las vísceras vecinas: dificultan el retorno venoso al corazón, ocluyen la luz intestinal, no permitiendo la ingesta de alimento, son causa de disnea, la rotura de alguno de los huevos puede provocar una seria infección, etc. Si no se actúa a tiempo, el desenlace es idéntico al de la estasis folicular.








Existen algunas patologías que pueden afectar negativamente la puesta normal de huevos en los reptiles. Las causas más comunes que llevan a los reptiles cautivos a padecer esta patología son:




• Malnutrición.




• Enfermedad metabóloica ósea (EMO).




• No disponer de un lugar adecuado donde desovar.




• Condiciones ambientales inadecuadas.




• Huevos excesivamente grandes, deformes o rotos.




• Fecalomas o cuerpos extraños en el colon y el recto.




• Neoplasias o granulomas intra o extraluminales.




• Estrechamiento de la pelvis debido a fracturas o anomalías en el desarrollo.




• Salpingitis.








Si se observa que tras el periodo normal de gestación del reptil, este no ha desovado o lo intenta pero es difícil, se deben corregir los siguientes factores:




• Mantener al reptil a una temperatura adecuada para la especie.




• Si está en mal estado será necesario estabilizarla mediante la administración de fluidos y suplementos vitamínicos.




• Si está en buen estado debe administrarle calcio vía intramuscular durante dos o tres días; y seis horas después de la última inyección, provocar la puesta mediante la administración de oxitocina vía intramuscular. En condiciones normales la puesta debe completarse en un par de horas. Es importante tener presente que nunca hay que inyectar oxitocina como primera opción, ya que conlleva riesgos tales como desgarros en la pared del oviducto, prolapsos de oviducto, etc. Los resultados de todos modos no siempre suelen ser positivos, y algunas especies no responden de manera adecuada a la oxitocina.




• La cirugía únicamente debe realizarse tras un correcto diagnóstico de estasis folicular y en el caso de una estasis postovulatoria que no responde al tratamiento médico. Antes de cualquier intervención siempre es recomendable la extracción de sangre para conocer el estado del paciente. Es aconsejable realizar un hemograma y valorar las funciones renal y hepática. Es conveniente administrar antibióticos antes de la cirugía de manera profiláctica.








En el caso de retención de huevos se extirpan ovarios y oviducto, y en el caso de estasis folicular, basta con la extirpación de los ovarios. Tras comprobar que no hay hemorragias se procede a cerrar la incisión cutánea. Si el tamaño del paciente lo permite, lo ideal es suturar la capa muscular y la piel de forma independiente. Debido a la presencia de las escamas, en los reptiles la piel debe suturarse siguiendo un patrón de eversión. Los puntos se quitan al cabo de 30 días.








Es conveniente hacer un vendaje compresivo y acolchado para proteger la herida y reducir la inflamación, que se revisará cada 7 días. En el terrario deben retirarse las ramas y elementos que puedan causar la caída del vendaje. El sustrato deberá ser de papel periódico atóxico y cartón y se cambiará a diario. Deben retirarse los recipientes con agua, puesto que el vendaje se mojaría, la herida maceraría y los puntos de sutura acabarían por soltarse.








Después de la intervención hay que administrar antibióticos durante 10 días y analgésicos durante 3-5 días. Dado que tras la operación, las iguanas suelen dejar de comer durante 2 - 3 días, debemos aportarle una alimentación rica en agua, vitaminas y nutrientes.








Ovariosalpingectomía








La ovariosalpingectomía es una técnica quirúrgica que consiste en la extirpación de los ovarios y oviductos, impidiendo la ovulación y por lo tanto maduración de los folículos. Es utilizado como tratamiento de las distocias recurrentes en reptiles o para evitar la reproducción de los mismos.








Indicaciones




• Cuando la puesta de huevos no responde a la corrección de los factores medioambientales o dietéticos o cuando el uso de oxitocina es inapropiado o no responsivo.




• Si la oviposición se lleva a cabo durante una época, con el uso de oxitocina, ya que problemas posteriores se desarrollan con mucha frecuencia en las siguientes puestas; la cirugía elimina este riesgo potencial.




• En reptiles que serán mantenidos como mascotas y no se pretende su reproducción a futuro, así como para evitar futuras distocias en las mismas.








Preparación del paciente




• El animal es colocado en recumbencia dorsal y asegurado a la mesa de operaciones.




• El área abdominal es preparada para cirugía de manera rutinaria desde el cartílago xifoides hasta el pubis. Las soluciones de yodopovidona o clorhexidina pueden ser utilizadas en reptiles.








Descripción de la técnica quirúrgica




• Los lacértidos poseen una vena ventral que se localiza caudal a la cicatriz umbilical, a lo largo de la línea media ventral, y se encuentra suspendida de la línea alba por un mesenterio corto.




• Debe hacerse una incisión paramediana a 1-2 cm de la linea media, dependiendo del tamaño del reptil. La pequeña incisión inicial es usada para identificar la vena ventral abdominal y evitar dañarla. Esta puede hacerse con escalpelo, y después extenderse con tijera. Una incisión grande deberá realizarse después, con la finalidad de tener una buena visualización de la cavidad.












Sitio de la incisión quirúrgica












 Identificación de la vena ventral abdominal 








• Debe tenerse cuidado de no incidir la vejiga, la cual a menudo se localiza debajo de la línea alba.




• Si la vena abdominal ventral es dañada, puede ser necesario ligarla.




• Una vez que el cirujano ha accedido a la cavidad celómica, el tracto reproductivo y la posición de los huevos o folículos puede ser evaluada.








Extensión de la incisión e identificación del tracto reproductivo








• Estasis preovulatoria




o Está caracterizada por folículos ováricos amarillos, largos, que permanecen unidos a los ovarios como racimos de uvas. Puede haber 20 o más folículos en cada ovario. En algunos casos estos folículos son verdosos, necróticos y friables. Otras veces pueden asociarse a celomitis, con grandes cantidades de material purulento dentro de la cavidad celómica.




o En casos de estasis preulatoria, los ovarios son removidos. No es necesario remover los oviductos, ya que estos parecen atrofiarse y no son muy susceptibles a infecciones.




o El ovario izquierdo es gentilmente exteriorizado, y la vena y arteria ováricas son identificadas. Cuando se ligan estos vasos, debe tenerse cuidado para evitar dañar la vena renal o la glándula adrenal izquierda.




o Se crean aperturas en el mesovario avascular, y se coloca doble ligadura a los vasos, cerca del ovario, para evitar la glándula adrenal.




o Es muy importante remover el tejido ovárico, ya que el tejido remanente puede regenerarse.




o Una sutura sintética absorbible, 3-0 o 4-0 o hemoclips, pueden ser utilizados.




o Una vez que los vasos han sido ligados, el tejido es cortado entre los clips o suturas.




o El ovario derecho es exteriorizado con sumo cuidado, evitando dañar la vena cava. Anatómicamente el ovario derecho está adherido directamente a la vena cava.




o Así como la aproximación al ovario izquierdo, se deben crear aperturas a través de áreas avasculares del mesovario, y los vasos que irrigan el ovario deben ser doblemente ligados.




o El tejido entre las ligaduras es cortado y el ovario removido. Si existe algún sangrado potencial, debe corregirse.




• Estasis postovulatoria




o En este caso pueden observarse los huevos dentro de los oviductos, ocupando la cavidad celómica. Los oviductos son removidos, y los ovarios deben ser también identificados y removidos.








Exteriorización del oviducto








o El aspecto craneal y caudal de un oviducto deben ser exteriorizados, y la irrigación identificada. Desde el aspecto craneal, la fimbria delgada (infundíbulo) es ligada con sutura o hemoclips. Caudalmente, los pequeños grupos vasculares en el oviducto, son doblemente ligados, cerca de la unión con el urodeum.








Ligadura del aspecto craneal y vasos sanguíneos del oviducto












 Ligadura del aspecto caudal y vasculatura del oviducto. Detalle












Exteriorización de los oviductos, posterior a las ligaduras, anterior al corte








o El tejido entre las ligaduras es cortado y el oviducto entero es removido.




o Si existe hemorragia potencial, debe ser corregida.




o El procedimiento se repite con el oviducto opuesto.




o Después de remover ambos oviductos, los ovarios inactivos e involucionados son identificados dorsalmente y a lo largo de la línea media.




o La irrigación ovárica es sustancial, y los vasos sanguíneos cortos. Debe tenerse precaución al manipular los ovarios. A menudo los ovarios no son exteriorizados y el cirujano debe trabajar dentro de la cavidad celómica.




o Los mismos cuidados que para el caso de estasis preovulatoria deben considerarse al manipular los ovarios.




• Tejidos para histopatología e hisopados para cultivos bacterianos deben ser tomados cuando se crea necesario.








Huevos retenidos, pueden ser enviados a microbiología para descartar patógenos causantes de la distocia








• Si están presentes folículos ováricos o material purulento en la cavidad celómica, un lavado con abundante solución es recomendado, seguido por el uso apropiado de antibióticos.




• Antes de cerrar, las ligaduras ováricas deben ser observadas por si existiera hemorragia.




• El celoma es gentilmente cerrado con un patrón de sutura continuo simple, usando una sutura absorbible 4-0. Este cierre no es la capa más importante, pero ayuda a sellar el celoma. La frágil musculatura del celoma es fácil de romper, por lo que debe ser tratado con cuidado al suturarlo.




• La capa principal de sutura la conforma la piel. Un material de sutura no absorbible, tal como nylon 2-0 o 3-0 o propileno, debe ser utilizado.




• La tendencia de la piel de los reptiles a invertirse, es corregida con el uso de un patrón de sutura evertido, en “U” horizontal. Esto permite una aposición adecuada de los bordes para acelerar la recuperación.




• En general se recomienda la remoción de las suturas después de 6-8 semanas. A menudo, las suturas se caerán con la muda, antes de este periodo.








 




Sutura evertida, puntos en "U" horizontales








Consideraciones post-operatorias




• La recuperación generalmente es lenta, siempre que el paciente no tenga patologías sistémicas agregadas y se mantenga una temperatura adecuada, de aproximadamente 29.5°C, a lo largo de la recuperación.




• Puede utilizarse butorfanol (0.2–0.5mg/kg) y/o meloxicam (0.2–0.3mg/kg) q24h para el manejo del dolor.




• Una descarga serohemorrágica ligera, proveniente de la incisión puede ocurrir dentro de las primeras 24 horas posteriores a la cirugía.




• Si es requerido un antibiótico, este debe seleccionarse en base al cultivo y resultados del antibiograma.




• Se debe evitar que la iguana se moje por los siguientes 10-14 días posteriores a la cirugía. La hidratación puede mantenerse oralmente o por rocío diario. Los fluidos por vía oral o subcutánea pueden justificarse dependiendo del estado de salud del paciente.




• Un soporte asistido post-operatorio puede incluir alimentación asistida o por sonda.




• El paciente es colocado en una incubadora para su recuperación.




• El retorno a la actividad y apetito normalesas, tomará de 3 a 5 días.








Bibliografía consultada




. Lightfoot T, Bartlett L: (1999). Exotic Companion Animal Surgeries Vol 1. Zoological Education Network.




. Sanz; Rubiano; Ortega; Álvarez. (2009). Estudio de problemas de gestación en Chamaeleo calyptratus. RCCV Vol 3 (2). Madrid.




. Kramer, M.H. (2006). Veterinary Management of Chameleons. Miami, Fl. USA.

septiembre 30, 2023

Reproducción en felinos silvestres

 

 Barrueta Acevedo, F.M.



Introducción

A pesar de que todas las formas de vida actuales tienen un origen único, lo que se manifiesta por tener todas el mismo código genético, los mecanismos reproductivos difieren en gran medida entre las especies1. De acuerdo al sistema de clasificación taxonómica actual, la familia Felidae está compuesta por 41 especies2, la mayoría de las cuales se encuentran actualmente en peligro de extinción, por lo que la información acerca de su fisiología reproductiva se hace necesaria para apoyar en los programas de conservación3.


La experiencia de los programas de reproducción de felinos en cautiverio presenta un rango muy amplio de éxito. Algunos miembros del género Panthera, como los leones (Panthera leo), tigres (Panthera tigris), jaguares (Panthera onca), leopardos (Panthera pardus) y leopardo de las nieves (Panthera uncia), se reproducen con cierta facilidad. Sin embargo otros, como los guepardos (Acinonyx jubatus)4 o la pantera nebulosa (Neofelis nebulosa)2, tienen una historia de problemas reproductivos en cautiverio, generalmente asociados a la dificultad de detección de un comportamiento estral y al desconocimiento de la estructura social de los mismos2,4. Incluso en la actualidad, el ciclo reproductivo de los felinos silvestres es pobremente conocido, así como el impacto de la estacionalidad y la incidecia de ovulación inducida versus ovulación espontánea4. 


En el grupo de los felinos neotropicales, se ha observado una baja reproducción de las especies que los conforman, particularmente en las más pequeñas, como el ocelote (Leopardus pardalis), margay (L. wiedii), gato de Geoffroy (Oncifelis geoffroyi), oncilla (L. tigrinus), jaguarundi (Herpailurus yaguarondi), y gato de las pampas (O. colocolo)3.


El gato doméstico, ha sido durante mucho tiempo el modelo biológico para el estudio de las diferentes especies de felinos, debido principalmente a que los estudios en felinos silvestres son más complicados y se dispone de menor cantidad de individuos, lo que limita la disponibilidad de material para su estudio5. En el presente trabajo se muestran las generalidades de este modelo y las diferencias que existen con algunas especies de felinos.


1.Fisiología reproductiva, características anatómicas relevantes y comportamiento reproductivo.

1.1. Anatomía de la hembra

Los ovarios se sitúan a nivel de la tercera o cuarta vértebra lumbar, cercanos al borde caudal del riñón respectivo. Los oviductos presentan un trayecto flexuoso. Durante el período de receptividad sexual adquieren considerable actividad peristáltica5,6.


El útero está formado por dos cuernos, un cuerpo y un cuello. Los cuernos tienen una superficie lisa y de color rosado durante el período de anestro; a medida que la hembra se vuelve sexualmente receptiva, los cuernos incrementan su diámetro, y su apariencia se hace turgente y de color grisáceo. Durante la ovulación y la pseudogestación adquieren un aspecto arrugado y de color blanquecino. A medida que la actividad ovárica declina, los cuernos retornan gradualmente al estado observado en el anestro5,6.



Anatomía reproductiva de la hembra


La vagina es aproximadamente dos veces más larga que el vestíbulo. El orificio uretral se sitúa en el piso vestibular a nivel de una pequeña depresión. La vulva se conforma de dos labios vulvares reunidos por una comisura dorsal y una ventral. Dichos labios vulvares son generalmente pigmentados y recubiertos de pelos. El clítoris se halla en la fosa del mismo nombre la cual es profunda y estrecha. El glande del clítoris es rudimentario6.


1.2. Anatomía del macho

El pene del gato presenta una forma cónica y se encuentra ubicado dentro del prepucio. En en estado de reposo sexual está orientado caudalmente, posición que invierte durante el coito. Está formado por una raíz, un cuerpo y un glande. El glande del pene está cubierto por 100-200 papilas cornificadas andrógeno-dependientes que aparecen después de la pubertad y desaparecen poco tiempo después de realizar la orquiectomía5,6.


Los testículos generalmente se encuentran ya en la bolsa escrotal al momento del nacimiento, haciéndose bien palpables a las 10-14 semanas de edad. Se encuentran ubicados en la región perineal con una orientación craneocaudal. El epidídimo está constituido por una cabeza, un cuerpo y una cola. La cola del epidídimo se fija a la pared escrotal por el ligamento de la cola del epidídimo. La cabeza se sitúa en posición craneolateral respecto al testículo, en tanto que el cuerpo es dorsal y la cola caudal. Los conductos deferentes rodean a los testículos en dirección craneal penetrando en el cordón espermático6.



Anatomía reproductiva del macho


Los felinos presentan dos glándulas bulbouretrales, ubicadas en posición dorsolateral a la base del pene. Se encuentran rodeadas por el músculo bulbouretral y contribuyen a la formación del plasma seminal. La próstata se compone de una porción compacta y de otra diseminada. La porción compacta de la próstata rodea completamente a la uretra y está constituida por dos lóbulos, separados por un surco medio. La porción diseminada se localiza entre el cuello de la vejiga y las glándulas bulbouretrales, entremezclándose con el tejido conjuntivo periuretral5,6.


1.3. Pubertad

El comienzo de la actividad ovárica está influenciado por varios factores, y depende principalmente de la cantidad de horas luz a las que se encuentre expuesta la hembra. Como regla general las especies pequeñas requieren un mínimo de 12 horas de luz para comenzar a ciclar. Los machos alcanzan la pubertad más tarde que las hembras y con un peso superior. Contrariamente a lo que sucede con las hembras, los machos son fértiles durante todo el año, pero la libido se ve atenuada durante algunas épocas del año, dependiendo de la distribución de la especie6,7.


Tabla 1. Características de la pubertad en distintas especies de felinos





1.4. Ciclo estral

La mayoría de las hembras felinas son poliéstricas estacionales. Sin embargo, cuando son mantenidas con 12-14 horas de luz en forma constante, frecuentemente ciclan durante todo el año, ya que el ciclo estral se encuentra estrechamente relacionado con el fotoperiodo6, la altitud, longitud y disponibilidad de alimento8.


Durante la estación reproductiva, se presenta una sucesión de fases foliculares sin fases lúteas, siempre que no ocurra la ovulación. Si ocurre la ovulación y se produce la fertilización, comienza la gestación; si la fertilización fracasa se inicia una fase lútea, denominada pseudogestación. Luego de cada fase folicular, gestación o pseudogestación, la hembra entra en un período corto de reposo sexual llamado interestro, antes de retomar nuevamente la actividad sexual, o entra en el anestro, si la temporada reproductiva ha finalizado6.


Proestro: Tiene una duración media de 48 horas con una variación de 12 a 72 horas. Los signos en esta fase consisten en vocalizaciones, fricciones de la cabeza y el cuello contra objetos inanimados, atracción de machos pero rechazo a la cubrición, posturas de lordosis y giros sobre sí misma. Este período se relaciona con una elevación a más de 20pg/ml de 17ß beta estradiol en sangre, en menos de 24 horas, en concordancia con un progresivo crecimiento y secreción folicular 5,6.


Estro: Tiene una duración media de 7 días, pero puede variar de 1 a 21. Durante este período la hembra permite ser cubierta por el macho. Los signos observados en el proestro se hacen más evidentes durante este momento. Si se fricciona la base de la cola, la hembra adopta postura de lordosis desviando la cola hacia lateral, comportamiento debido a la estrogenemia. Este aumento de estrógeno, no solo produce un cambio del comportamiento, sino que también actúa sobre el epitelio vaginal, produciendo la cornificación del mismo6. La estrogenemia supera los 50 pg/ml alrededor del quinto día de la fase folicular y luego desciende a niveles de 20-25 pg/ml hacia el día 7 e inferior a 20 pg/ml hacia el día 8 de fase la folicular. Este descenso de los niveles de estrogenemia no se modifica por el coito ó por inducción de la ovulación 5.


Interestro: La duración promedio del período de interestro es de 8 días, con límites que se extienden de 3 a 13 días. La hembra no atrae a los machos, al tiempo que desaparecen los signos característicos del estro. En ocasiones, la hembra puede continuar con la conducta estral durante el interestro, debido a que el nivel estrogénico en sangre no desciende al umbral; no obstante, en raras ocasiones este hecho también puede suceder aún habiendo descendido a dicho umbral 5,6.


Diestro: En esta fase existe un cuerpo lúteo funcional con la consiguiente secreción de progesterona. Si ocurre ovulación pero los ovocitos no son fertilizados, los folículos se luteinizan y se forman cuerpos lúteos que secretan progesterona. La fase luteal es más corta que la gestación, y se denomina pseudogestación. En esta etapa, la concentración de progesterona sérica llega a niveles de más de 20ng/ml. La vida media de los cuerpos lúteos es de 25 a 35 días y al final de esta fase un período breve de interestro precede al siguiente estro, siempre y cuando las hembras estén en etapa reproductiva. En consecuencia la duración del período de pseudogestación es aproximadamente de 40 días6.


Anestro: Se le conoce como período de "quietud reproductiva", se produce por la disminución del fotoperíodo en la época no reproductiva. Hormonalmente, este período es similar a un interestro prolongado en el cual los niveles de estrógenos y progesterona en plasma permanecen basales5,6.



Actividad hormonal durante diferentes etapas reproductivas de la hembra



1.5. Comportamiento reproductivo

El macho efectúa, en primer término, un reconocimiento de la hembra olfateando la zona genital, luego aborda a ésta lateralmente y la toma por el cuello. La hembra eleva la pelvis, desvía la cola y realiza movimientos de pisoteo con sus cuartos posteriores, emitiendo vocalizaciones y maullidos al tiempo que el macho realiza la penetración y eyaculación. El tiempo transcurrido desde que el macho muerde el cuello de la hembra hasta que realiza la penetración es de 0,5 a 5 minutos, siendo la duración de esta última de 1 a 4 segundos5,6.



Comportamiento reproductivo


Una vez ocurrido el servicio, la hembra se hecha repetidamente sobre el flanco, frotándose contra el terreno, rodando y sacudiéndose de un lado al otro, interrumpiendo esta acción por lamido obsesivo del área genital, al tiempo que repele todo intento de acercamiento del macho. Una vez que la reacción poscoital cede, la hembra se aproxima de nuevo al macho, asumiendo una postura de lordosis y pataleo, permitiendo ser montada nuevamente. La frecuencia de servicios es regulada por la receptividad de la hembra; puede variar de entre 3 y 8 veces en 4 horas, a entre 20 y 30 veces en 36 horas. Debido a que menos del 50% de las hembras ovulan con un solo servicio, para lograr la preñez pueden ser necesarios un mínimo de 4 servicios por día en un lapso de 4 horas5,6.


Tabla 2. Características del ciclo estral en distintas especies de felinos





1.6. Ovulación

La ovulación en los felinos es generalmente inducida por medio de diferentes estímulos originados en el área de la vagina o cuello uterino. La estimulación vaginal durante la cópula produce un aumento de las señales neurales hacia la zona medio ventral del hipotálamo con la consecuente liberación de GnRH, que estimula la liberación de LH. Los valores de esta hormona van desde 10ng/ml antes del apareamiento a más de 100ng/ml después de la estimulación máxima. Dichos estímulos pueden ser producidos por la introducción del pene en la vagina o al realizar toma de muestras de la mucosa vaginal utilizando distintos objetos. Dependiendo del día de la fase folicular en el cual se encuentre la hembra y del número y frecuencia de coitos o estímulos vaginales, seproducirá o no liberación suficiente de hormona luteinizante (LH) por el lóbulo anterior de la hipófisis para ocasionar la ovulación, que se produce entre las 20 y 64 horas siguientes a la primera cópula5,6.


Existen estudios que parecen indicar que algunos felinos presentan ovulación inducida obligada2, mientras que en otras especies presentan ovulación espontánea6. Existe evidencia que indica que alrededor del 35% de gatas aisladas o alojadas en grupos, evento que también sucede en felinos silvestres2,3. Si la ovulación se produce, la hembra entra en la fase de pseudogestación, o preñez si la ovulación fue provocada por un servicio fértil. En ausencia de ovulación, la gata pasará al período de interestro6.


Tabla 3. Características de la ovulación en distintas especies de felinos





1.7. Fisiología reproductiva del macho

Algunas especies de animales domésticos y silvestres, presentan un período de reposo sexual estacional de duración e intensidad variable. En el gato y otros felinos silvestres, como el gato de Pallas (Otocolobus manul) o el leopardo de las nieves (Uncia uncia), se ha comunicado la presencia de variaciones en la fisiología reproductiva del macho (espermatogénesis) en relación al fotoperíodo6,7. Se han observado variaciones en la cantidad y calidad de espermatozoides en muestras de semen obtenidas en diferentes épocas del año, así como diferencias en la medición de hormonas en sangre7. 


Por otra parte, los machos de felinos que viven en los trópicos no tienen una estación tan marcada, como se ha comprobado en el caracal, ocelote, jaguar o la pantera nebulosa. El lince ibérico, que vive en zonas templadas, donde los cambios estacionales son menos marcados, podría tener una producción de espermatozoides durante un período más prolongado que especies que viven a

mayores latitudes1.


Tabla 4. Composición del semen en distintas especies de felinos




La espermatogénesis se lleva a cabo en los túbulos seminíferos del testículo. Los espermatozoides de los mamíferos maduran y ganan su capacidad fertilizante al pasar por el epidídimo. La membrana espermática absorbe diferentes sustancias de los túbulos seminíferos, epidídimo y vaso deferente, y es cubierta por muchos componentes del fluido seminal antes de la eyaculación. La capacitación de los espermatozoides es requerida para que se lleven a cabo la reacción acrosomal y la fertilización. Esta involucra la remoción de los componentes del fluido seminal18. A diferencia de la mayoría de los mamíferos, la capacitación del esperma felino es más sencilla y requiere un periodo de tiempo menor. Bajo condiciones naturales, los espermatozoides presentes en el eyaculado fresco de los gatos domésticos, necesitan capacitarse nuevamente en el tracto reproductivo de la hembra5.


1.8. Fertilización e implantación

Después de la ovulación, los óvulos son fértiles durante un día aproximadamente. La fertilización tiene lugar en el folículo del ovario. El desarrollo embrionario en el gato doméstico es considerado bifásico, con un periodo inicial de segmentación rápida, seguido por un periodo en el cual el desarrollo embrionario dentro del oviducto, es más lento. Se cree que el desarrollo embrionario rápido ocurre hasta el estado de 5-8 células, después del cual, la tasa de segmentación del embrión decrece a una división cada 24 horas. El desarrollo del embrión continúa en el oviducto. En la gata doméstica, se sabe que posterior a la fertilización, el embrión requiere de 5 a 6 días para alcanzar el útero, al cual llega en estado de mórula o de blastocisto temprano. En el útero se desarrolla libremente hasta los 11-14 días de gestación, momento en el cual ocurre la implantación. La tasa de implantación es de aproximadamente 80%5.


1.9. Reconocimiento materno y placentación

Las interacciones feto–maternas durante el período previo a la implantación, no han sido muy estudiadas en felinos, a diferencia de otras especies. El endometrio del gato doméstico secreta proteínas que probablemente asuman importancia en los eventos reproductivos. El patrón de síntesis de estas proteínas endometriales dependientes de progesterona ha mostrado una correlación con eventos relacionados con la implantación de blastocistos en felinos domésticos. Otro grupo de proteínas denominadas proteínas del concepto felino (fCP) han sido identificadas en embriones preimplantarios de felino doméstico. Estas proteínas tienen un papel importante en la proliferación celular, actividad inmunosupresiva y transporte de iones20.


La calidad embrionaria también juega un papel muy importante en el desarrollo de una preñez exitosa. Existen algunos estudios donde no se ha encontado correlación entre los cambios histológicos endometriales aberrantes y la calidad embrionaria, lo cual sugiere que otros factores deben estar involucrados con la viabilidad embrionaria en gatos domésticos. Factores de crecimiento como el IGF–1 y el factor de crecimiento epidérmico (EGF) han mostrado tener un efecto positivo en el desarrollo embrionario en felinos domésticos. Asimismo, receptores para el EGF son expresados en el endometrio de gatas preñadas, lo cual hace suponer un papel importante de este en el proceso de implantación del embrión felino. La proteína ligadora 1 de IGF–1 ha sido también detectada en sitios de implantación en gatos domésticos20.



Fetos de gato doméstico (izquierda) y león (derecha).


En la placenta de los felinos no es tan evidente la presencia de células deciduas en el laberinto placentario. Por otra parte, la banda que forma el anillo placentario adquiere menor desarrollo, por lo que este tipo de placenta corresponde a una configuración discoidea. Desde el punto de vista de su evolución histológica, se le puede clasificar como endoteliocorial, puesto que en determinadas fases se convierte en hemocorial, y en algunas circunstancias es posible que llegue a la situación hemoendocorial. Es una placenta con parte fetal y materna perfectamente definida. La extravasación sanguínea placentaria se interpreta como un fenómeo fisiológico, en virtud del cual se pone hierro a disposición del feto, que de esta manera se incorpora abundantemente al organismo y se almacena, fundamentalmente, en el hígado del feto. En los grandes felinos, las hemorragias placentarias no se producen en la parte marginal de la placenta, sino en la profunda21.


1.10. Gestación

En la gata doméstica, durante los primeros 14 a 20 días de gestación, la progesteronemia no arroja diferencias significativas con respecto a la que se observa en la gata pseudogestante. A partir del día 20, no sólo el cuerpo lúteo sintetiza la progesterona (P4), sino que también comienza a hacerlo la placenta. A medida que los días transcurren, la síntesis de P4 por la placenta se vuelve cada vez más importante, a tal punto que la ovariectomía a partir del día 50 no interrumpe la gestación. La producción de progesterona por parte de la placenta disminuye significativamente durante el último tercio. Sin embargo, recientes trabajos sugieren que el cuerpo lúteo felino es la fuente principal de P4 en la gata y que la P4 placentaria es de menor importancia6. 


La duración de la gestación varía para las distintas especies de felinos silvestres. La tabla 5 muestra la duración de la gestación y el tamaño de camada para algunos felinos.


Tabla 5. Duración de la gestación y tamaño de la camada en felinos





1.11. Parto

Hacia el final de la gestación se produce un aumento del nivel de estrógenos y de prolactina, la cual continúa elevada durante la lactancia6. El parto tiene una duración de 8 a 16 horas, las crías suelen ser expulsadas rápidamente con pocas contracciones. Como en otras especies, las etapas durante el parto son tres5,6:

1.Dilatación del cuello uterino: Se presentan contracciones involuntarias y poco dolorosas.

2.Expulsión de las crías: Comienza con la aparición de la bolsa alantocorial, de color turbio, seguida del amnios, que contiene líquido un poco más claro21.La primera cría nace entre 30 minutos y una hora después de iniciado el proceso de parto. El intervalo de expulsión entre las demás crías varía entre 5 y 60 minutos. La gata corta el cordón umbilical, come las membranas y limpia a las crías.

3.Expulsión de la placenta: Ocurre entre 20 minutos y una hora después de la expulsión de la última cría. La placenta es consumida por la hembra.


1.12. Lactación y anestro lactacional

La lactancia post-parto generalmente suprime los ciclos estrales. Si la hembra se encuentra dentro de la estación reproductiva, en 3-4 semanas luego de destetar a las crías, comienza a ciclar nuevamente, aunque el momento de la aparición del primer celo post-parto puede ser variable. En ocasiones se observa la reaparición del mismo a los 30 días posteriores al parto. Si la hembra aborta o se la separa de las crías al nacimiento, en 6-8 días comienza a ciclar nuevamente 5,6.



Cría de jaguarundi


La mayoría de los felinos poseen 4 ó 5 pares de glándulas mamarias. Cada glándula mamaria posee un pezón con 6-12 pequeños orificios6. La hembra de margay posee solamente dos pezones10.


Tabla 6. Duración de la lactancia en felinos





2. Ambiente adecuado y condiciones de manejo recomendadas para favorecer la reproducción

2.1. Cautiverio

Condiciones ambientales que favorecen la aparición de ciclos5,6:

→ Exposición progresiva a la luz. Se expone a la hembra durante una semana a un régimen de 8 a 10 horas de luz y 14 a 16 horas de oscuridad, posteriormente se la somete a 12 a 14 horas de luz y 10 a 12 horas de oscuridad durante 4 a 8 semanas.

→ Introducción en grupos de hembras ciclando. Si se introduce una hembra en anestro en un grupo de hembras que se encuentren ciclando, ésta también, con elevada probabilidad, comenzará a ciclar. Este es un procedimiento aplicable a hembras que viven normalmente aisladas de otros felinos.


También se han utilizado diferentes hormonas para la inducción del ciclo estral, como la hormona folículo estimulante, y la gonadotropina sérica de yegua gestante; o previo a programas de fertilización in vitro, como la gonadotropina coriónica equina y la gonadotropina coriónica humana13,5.


2.2. Vida libre

Evitar los disturbios y respetar patrones de comportamiento. Se ha observado que las hembras de gato montés (Lynx rufus) hacen una madriguera entre rocas, raíces, troncos caídos, etc. que llegan a usar por varios años, por lo que el material necesario para la construcción de la misma debe estar disponible8. 


Se han utilizado técnicas de reproducción asistida para favorecer la variabilidad genética entre distintas poblaciones que se encuentran aisladas geográficamente7,8.


3. Finalidad de la reproducción en cautiverio.

La reproducción en cautiverio tiene entre sus metas, aumentar la reserva de especímenes disponibles para programas de reproducción, reintroducción, investigación o exhibición, así como reducir la recolección de las mismas en el medio natural y promover su conservación23. El manejo ex situ tiene como objetivo el mantenimiento de poblaciones viables de especies amenazadas, a fin de apoyar a los programas de conservación y manejo in situ, asegurando a largo plazo la propagación de especies raras y en peligro de extinción, así como los recursos que estas brindan. Entre los sitios que tienen programas de reproducción en cautiverio, se encuentran los zoológicos, centros de rescate o de tránsito, zoocriaderos y museos24.


4. Determinación de perfiles hormonales

Existen infinidad de variaciones que pueden ser determinadas mediante estudios hormonales. Muchas condiciones que afectan la reproducción, como el estrés, se ven reflejadas en la concentración de las hormonas del eje hipotalámico–hipofisario-adrenal, especialmente el cortisol, el glucocorticoide de mayor relevancia encontrado en los felinos. El conocimiento de los valores obtenidos en distintas muestras es de utilidad para conocer la función gonadal en base al sexo, edad y estacionalidad del animal, las características de la espermatogénesis y el momento y tipo de ovuación (espontánea o inducida), y arroja información sobre distintas causas de infertilidad. Lo anterior nos permite establecer protocolos exitosos en los programas de reproducción25.


Tabla 7. Técnicas para la determinación de perfiles hormonales





Se han observado similitudes y diferencias en cuanto a la cantidad de una hormona, cuando se compara entre el momento de la toma de la muestra28 y entre distintas especies. Las concentraciones de prolactina son similares en ambos sexos, mientras que los niveles de FSH varían de acuerdo al sexo y al momento en que son tomadas las muestras. Asimismo, se ha visto que las concentraciones de LH son mucho mayores en los machos de gato de Geoffroy que en machos de gato doméstico. En cuanto a la concentración de progesterona se observa que la de las hembras de puma es mucho mayor que la de la gata doméstica3.


El estradiol se observa en concentraciones mayores en ocelotes, con respecto al gato doméstico, mientras que el jaguar, margay, oncilla, gato de Geoffroy, puma y jaguarundi, no presentan variaciones. La concentración de testosterona es similiar entre el puma, ocelote, oncilla y gato doméstico, pero es mucho mayor en el jaguar. El cortisol plasmático es menor después de 30 minutos que en el momento inmediato de la captura, tanto en hembras como en machos de todas las especies. Al compararlo entre especies, se observan niveles mayores para pumas y jaguarundis3. En el lince ibérico, estudios han mostrado que los patrones de metabolitos de progesterona y estradiol en heces y orina no siguen los mismos patrones que se observan en los demás felinos1, así como cambios estacionales en los niveles de testosterona29.


Tabla 8. Valores hormonales de referencia en distintas especies de felinos





5. Factores que determinan el éxito reproductivo en cautiverio

Las fallas en la reproducción en cautiverio, pueden deberse a varios factores, como problemas congénitos, enfermedades infecciosas o degenerativas, deficiencias nutricionales, envejecimiento, estrés3, disturbios medioambientales y cambio climático30.


Problemas del tracto reproductivo

En los felinos, raramente se presentan alteraciones congénitas del tracto reproductivo. El criptorquidismo, común en la pantera de Florida2, cuando se presenta en otras especies, es generalmente unilateral31. La hipoplasia testicular congénita puede ser el resultado de una panleucopenia fetal o neonatal o de anormalidades cromosómicas. Los tumores de células de Sertoli son de rara presentación en los felinos32.


Teratospermia

Aunque la etiología específica aún no ha sido determinada, existe evidencia de quela teratospermia es una condición directamente relacionada a una diversidad genética reducida. Por ejemplo, especies o poblaciones de felinos que tienen poca variabilidad genética tienden a producir mayor cantidad de malformaciones espermáticas que aquellos genéticamente más diversos33. La pantera de Florida, produce una proporción extraordinariamente alta (>90%) de esperma pleomórfico. El guepardo y la pantera nebulosa, dos especies con una baja variabilidad genética, también presentan eyaculados con más del 70% de malformaciones espermáticas. El incremento en la homocigozidad parece aumentar la incidencia de anormalidades en la cabeza o acrosoma de los espermatozoides en algunos felinos, incluyendo la pantera de Florida y la pantera nebulosa2.


Problemas de manejo

Muchos problemas reproductivos son causados por estrés. Esto puede deberse al estrés constante del cautiverio, incluyendo la proximidad a grandes depredadores, alojamiento o dietas inadecuadas, condiciones sociales o de manejo. Estas condiciones se ven reflejadas en la concentración de las hormonas del eje hipotalámico–hipofisario–adrenal3. En diversos centros de manejo de guepardos en cautiverio, se ha observado que al agrupar a las hembras en un solo recinto, se suprime la ciclicidad ovárica normal34,35. Dietas deficientes en taurina y ácidos grasos esenciales han sido asociadas con abortos y nacimiento de crías muertas en felinos.


Otras causas de pérdidas de la preñez incluyen torsión del útero grávido, medicamentos, agentes tóxicos y trauma20.


Todas las medidas encaminadas a evitar los factores anteriores, tales como alojamiento y alimentación adecuadas, disminución del estrés, higiene y conocimiento de la etología particular de la especie a manejar, ayudarán a mejorar el éxito reproductivo en cautiverio, así como la supervivencia de las crías. Los problemas relacionados con la heterocigozidad se solucionan con la introducción de nuevos individuos de diferentes poblaciones o el material genético de los mismos. En un estudio con pantera nebulosa, se demostró cómo, al mejorar las condiciones medioambientales (fabricación de recintos altos, aislamiento de otros felinos grandes y regulación del público), se redujeron los índices de estrés, tanto etológico como fisiológico2.


Existen además, técnicas de reproducción asistida que pueden mejorar las tasas de reproducción en cautiverio, como la fertilización in vitro, inseminación artificial y transferencia de embriones36. El uso de estas técnicas puede reducir algunas complicaciones que se presentan en la monta natural, como la agresividad, incompatibilidad hembra-macho, o problemas físicos. Además, reduce el riesgo de enfermedades infecciosas transmitidas al momento de la cópula. También hace posible la transferencia de semen proveniente de poblaciones cautivas hacia animales de vida libre, o entre poblaciones silvestres separadas geográficamente, lo que contribuye a restaurar el vigor genético36. Todo esto puede llevarse a cabo con semen fresco, congelado o

cripreservado, dependiendo del momento en que este vaya a utilizarse37,12.


6. Factores que determinan el rechazo materno de las crías

La principal causa de rechazo en cautiverio es el estrés. El rechazo se da con más frecuencia hacia crías que nacen enfermas o con algún defecto congénito. Las madres notan un comportamiento raro en sus crías, no las reconocen y las ignoran. En algunos casos el rechazo puede llegar al canibalismo. La cesárea es otra de las causas más frecuentes de rechazo de las crías. Brindar a los animales un espacio adecuado, con sitios donde refugiarse del público, y separar a las hembras que se encuentren en grupos antes del parto, puede ayudar a disminuir el rechazo materno Si el rechazo persiste, pero los animales tienen un alto valor biológico para la especie, las crías deben separarse de la madre y criarse de manera artificial38.


7. Crianza artificial

Aquellos animales que son separados de sus madres para criarse de manerea artificial, a menudo están afectados por una condición nutricional pobre e hipotermia. Los neonatos hipotérmicos deben entibiarse lentamente y deben ser monitoreados por signos de infección, ya que la sepsis generalmente sigue a la hipotermia38.



Crianza artificial


Aunque no se considera el método de manejo de elección para felinos neonatales, las crías son separadas de las hembras para su crianza artificial, en casos de rechazo materno, agresión por otros miembros del recinto o enfermedad. La finalidad de criar a los cachorros artificialmente es asegurar su salud inmediata y bienestar a largo plazo38. Las fórmulas lácteas artificiales han sido utilizadas tradicionalmente para la crianza de felinos silvestres en cautiverio. Sin embargo, la composición de la leche de otras especies de felinos puede diferir significativamente de esta, por lo que necesita algunas adecuaciones de acuerdo a la especie39. La tabla 9 muestra la composición de la leche de algunos felinos.


Tabla 9. Composición de la leche de algunas especies de felinos



8. Reintroducción, introducción y/o suplementación de felinos.

Debido a que la principal función de la reproducción en cautiverio es el apoyo a los programas in situ, es indispensable conocer el área y las condiciones en que los animales serán liberados, así como las poblaciones involucradas, tanto residentes como las introducidas. Un aspecto que causa gran preocupación es si los parámetros reproductivos de animales en cautividad son similares a los de animales en libertad. Estudios previos en felinos han mostrado que en algunas especies no hay diferencias entre animales libres y cautivos mientras que en algunos casos sí se han encontrado diferencias entre ambos. En jaguares se ha encontrado una calidad menor de los parámetros en cautividad, tal vez debido a condiciones sub-óptimas de alojamiento, manejo o alimentación de los animales19. En guepardo y lince ibérico, la calidad de los parametros reproductivos de los machos cautivos o libres no ha mostrado diferencias1,41.


En un análisis de los parámetros reproductivos y la fertilidad de machos de lince ibérico en cautividad, se observó que los machos con mayor tamaño relativo de testículo y más espermatozoides copulan más frecuentemente, y que los machos que producen más espermatozoides y con mayor motilidad tienen más crías por hembra. Esto significaría que los machos con mayor producción espermática son sexualmente más activos y más fértiles, información que es de gran utilidad para la toma de decisiones en la gestión de programas de cría para liberación de animales1,42.


Curiosidades

Existen algunas especies de felinos que pueden producir híbridos. Estos casos se dan en cautiverio y disminuyen la variabilidad de las especies, poniéndolas en riesgo, por lo que no se considera oportuna la reproducción interespecífica.



Reproducción interespecífica


Bibliografía

1. Schuth ER. Biología de la reproducción de mamíferos en peligro de extinción. REDVET. revista electrónica de Veterinaria. 2010;11(7):1-25.

2. Howard J, Wildt D. Approaches and efficacy of artificial insemination in felids and mustelids. Theriogenology. 2009;71:130-148.

3. Genaro G, Moraes W, Silva JCR, Adania CH, Franci CR. Plasma hormones in neotropical and domestic cats undergoing routine manipulations. Research in veterinary science. 2007;82(2):263-70.

4. Wildt D, Pukazhenthi B, Brown J, et al. Spermatology for understanding, managing and conserving rare species.

Reproduction, fertility, and development. 1995;7(4):811-24.

5. Pushett D. Assited Reproduction and Subsequent Embryo Development to Form Embryos for transfer and Cryobaking in Endangered Cats Using the Domestic Cat as a Model. Development. 2000:187.

6. Stornelli MA. Particularidades fisiológicas de la reproducción en felinos. Physiological aspects of feline reproduction. Rev Bras Reprod Anim, Belo Horizonte. 2007;31(1):71-76.

7. Swanson W, Brown J. Influence of seasonality on reproductive traits of the male Pallas’ cat (Felis manul) and implications for captive management. Journal of Zoo and Wildlife Medicine. 1996;27(2):234-240.

8. Rivera IK. Alimentación del Gato montés (Lynx rufus, Schreber, 1777) durante primavera y verano en El escobillo, Perote, Ver. 2010:42.

9. Gañán N, Sestelo A, Garde JJ, et al. Reproductive traits in captive and free-ranging males of the critically endangered Iberian lynx (Lynx pardinus). Reproduction (Cambridge, England). 2010;139(1):275-85.

10. Henderson C. Mammals, Amphibians, and Reptiles of Costa Rica: A Field Guide. First edit. Texas, U.S.A.: University of Texas Press, Austin; 2010.

11. Swanson WF, Howard JG, Roth TL, et al. Responsiveness of ovaries to exogenous gonadotrophins and laparoscopic artificial insemination with frozen-thawed spermatozoa in ocelots (Felis pardalis). Journal of Reproduction and Fertility. 1996;106:87-94.

12. Luvoni G, Kalchschmidt E, Leoni S, Ruggiero C. Conservation of feline semen:: Part II: Cold-induced damages on spermatozoal fertilizing ability. Journal of Feline Medicine & Surgery. 2003;5(4).

13. Herrick JR, Campbell M, Levens G, et al. In vitro fertilization and sperm cryopreservation in the black-footed cat (Felis nigripes) and sand cat (Felis margarita). Biology of reproduction. 2010;82(3):552-62.

14. Stornelli M. Evaluación de semen en el gato doméstico : análisis de rutina y metodologías especiales felino. Rev Bras Reprod Anim, Belo Horizonte. 2007;31(1):135-140.

15. Gañán N, Gomendio M, Roldan ERS. Effect of storage of domestic cat (Felis catus) epididymides at 5 degrees C on sperm quality and cryopreservation. Theriogenology. 2009;72(9):1268-77.

16. Crosier AE, Marker L, Howard J, et al. Ejaculate traits in the Namibian cheetah (Acinonyx jubatus): influence of age, season and captivity. Reproduction, fertility, and development. 2007;19:370-382.

17. Barone M a, Wildt DE, Byers a P, et al. Gonadotrophin dose and timing of anaesthesia for laparoscopic artificial insemination in the puma (Felis concolor). Journal of reproduction and fertility. 1994;101(1):103-8.

18. Paz RC, Züge RM, Barnabe VH. Frozen Jaguar (Panthera onca) sperm capacitation and ability to penetrate zona free hamster oocytes. Braz. J. Vet. Res. Anim. 2007;44(5):337-344.

19. Morato RG, Conforti V a, Azevedo FC, et al. Comparative analyses of semen and endocrine characteristics of free-living versus captive jaguars (Panthera onca). Reproduction (Cambridge, England). 2001;122:745-751.

20. Velázquez MA, Núñez H. Fracaso de la preñez y pérdidas neonatales en el gato doméstico (Felis catus). Revista veterinaria de la facultad de Ciencias Veterinarias de la UNNE. 2006;12(2):113-121.

21. Botella J. La placenta: fisiología y patología. Díaz de Sa. Madrid, España; 1993.

22. Schmidt a M, Nadal L a, Schmidt MJ, Beamer NB. Serum concentrations of oestradiol and progesterone during the normal oestrous cycle and early pregnancy in the lion (Panthera leo). Journal of reproduction and fertility. 1979;57:267-272.

23. Kleiman D, Thompson K. Wild mammals in captivity: principles and techniques for zoo management. 2nd ed. (Kleiman D, Thompson K, eds.). Chicago, USA: The Univeersity of Chicago Press; 2010.

24. GTZ/FUNDECO/IE. Estrategia Regional de Biodiversidad para los Países del Trópico Andino. Conservación ex situ. Documento temático. 2001;44(3):129.

25. Pukazhenthi BS, Wildt DE. Which reproductive technologies are most relevant to studying, managing and conserving wildlife? Reproduction, fertility, and development. 2004;16(1-2):33-46.

26. Wildt DE, Phillips LG, Simmons LG, et al. A comparative analysis of ejaculate and hormonal characteristics of the captive male cheetah, tiger, leopard, and puma. Biology of Reproduction. 1988;38:245-255.

27. Brown J, Wasser S, Howard J, Wells S. Development and utility of fecal progesterone analysis to assess reproductive status in felids. Proceedings American Association of Zoo Veterinarians. 1993:237-239.

28. Kinoshita K, Inada S, Seki K, et al. Long-term monitoring of fecal steroid hormones in female snow leopards (Panthera uncia) during pregnancy or pseudopregnancy. PloS one. 2011;6(5):e19314.

29. Pelican K, Abaigar T, Vargas A, et al. Unusual gonadal hormone profiles in the Iberian lynx as determined by fecal monitoring. Iberian lynx ex situ conservation: An Interdisciplinary Approach. Fundación Biodiversidad/ IUCN Cat Specialist Group. 2009:341-350.

30. Brunström B, Malmsten J, Ström B, Zamaratskaia G. Reproduction in wild vertebrates. 2011:35.

31. Memon M, Tibary A. Criptorquidismo canino y felino. Journal of the American Veterinary Medical Association (JAVMA). 2002:10-13.

32. Miller RE, Fowler ME. Fowler´s Zoo and Wild Animal Medicine. Current Therapy. 7th ed. (Rudolph P, ed.). St Louis Missouri, U.S.A.: Saunders, Elsevier Inc. 2012:669.

33. Terrell K a, Wildt DE, Anthony NM, et al. Evidence for compromised metabolic function and limited glucose uptake in spermatozoa from the teratospermic domestic cat (Felis catus) and cheetah (Acinonyx jubatus). Biology of reproduction. 2010;83(5):833-41.

34. Gottelli D, Wang J, Bashir S, Durant SM. Genetic analysis reveals promiscuity among female cheetahs. Proc. R. soc. B. 2007;274:1993-2001.

35. Brown JL, Wildt DE, Wielebnowski N, et al. Reproductive activity in captive female cheetahs (Acinonyx jubatus) assessed by faecal steroids. Journal of reproduction and fertility. 1996;106:337-346.

36. Swanson WF. Application of assisted reproduction for population management in felids: the potential and reality for conservation of small cats. Theriogenology. 2006;66(1):49-58.

37. Luvoni G, Kalchschmidt E, Leoni S, Ruggiero C. Conservation of feline semen:: Part I: Cooling and freezing protocols. Journal of Feline Medicine & Surgery. 2003;5(4).

38. Edwards MS, Hawes J. An overview of small felid hand-rearing techniques and a case study for Mexican margay at the Zoological Society of San Diego. Int. zoo. Yb. 1997;35:90-94.

39. Grant K. Hand-rearing cheetah (Acinonyx jubatus) cubs: milk formulas. Animal Keepers’ Forum. 2005;7/8:294-302.

40. Waal HD, Osthoff G, Hugo A, Myburgh J, Botes P. The composition of African lion (Panthera leo) milk collected a few days postpartum. Mammalian Biology. 2004;69(6):375-383.

41. Wildt DE, Caro TM, Brien SJO, Brown JL. Captive Versus in Ejaculate-Endocrine Cheetahs Characteristics of Two in Subspecies ’. 1987;360:351-360.

42. Palomares F, Revilla E, Calzada J, Fernández N, Delibes M. Reproduction and pre-dispersal survival of Iberian lynx in a subpopulation of the Doñana National Park. Biological Conservation. 2005;122:53-59.

agosto 25, 2023

Aspergilosis renal en un pajuil (Crax rubra) Renal aspergilosis in a curassow (Crax rubra)

 

Barrueta-Acevedo, F.M.


Introducción

La aspergilosis es la enfermedad micótica más común en las aves. Es producida por hongos del género Aspergillus y se presenta frecuentemente como una enfermedad pulmonar. Aspergillus fumigatus se aisló por primera vez a partir de tejido pulmonar de una avutarda (Otis tarda) en 1863. Ocurre frecuentemente en pavos y pollos, aunque se presume que todas las especies aviares son susceptibles. Puede presentarse de manera aguda o crónica. La forma aguda se da principalmente en animales jóvenes, donde presenta una alta morbilidad y mortalidad. La forma crónica es más común en aves adultas, aunque es menos frecuente que la aguda. Los brotes ocurren cuando el desafío es lo suficientemente grande como para establecer la infección, o cuando la resistencia de las aves está comprometida debido a condiciones de estrés ambiental, inmunosupresión por enfermedades concomitantes o nutrición inadecuada.


Etiología

El Aspergillus fumigatus es el agente etiológico más importante de la aspergilosis, aunque A. flavus y A. niger han sido aislados en casos clínicos. Estos organismos son de naturaleza ubicua y se encuentran comúnmente en materia vegetal en descomposición, suelo, granos, etc. 


Epizootiología

Los Aspergillus pueden penetrar el cascarón del huevo y establecer la infección en los embriones. Los embriones infectados pueden morir o eclosionar con lesiones bien desarrolladas. Si los huevos infectados se rompen, se libera una gran cantidad de esporas, que sirven como fuente de contaminación del medio ambiente. Las infecciones pulmonares usualmente son consecuencia de la inhalación de un número elevado de esporas. Las infecciones de la conjuntiva pueden ocurrir después de una exposición a un gran número de esporas en presencia de lesiones traumáticas de esta estructura. Las infecciones en el cerebro, cámara posterior del ojo y otros tejidos viscerales resultan de invasiones sistémicas originadas por infecciones del tracto respiratorio. Se cree que las aves sanas son capaces de resistir la infección, pero dicha resistencia puede ser sobrepasada por una exposición masiva al organismo, o por deficiencias del sistema inmune.


Signos clínicos y lesiones

Las infecciones respiratorias ocasionadas por Aspergillus spp. producen disnea, cianosis y aumento de la frecuencia respiratoria. Las lesiones macroscópicas en los sacos aéreos y pulmones varían desde placas pequeñas hasta nódulos de coloración blanca o amarilla. Se pueden encontrar placas a nivel de la siringe o adyacentes a los bronquios primarios en el pulmón. Ocasionalmente, placas grandes y engrosadas de color verdoso y apariencia aterciopelada son evidentes en los sacos aéreos o las paredes del celoma. Microscópicamente el tejido pulmonar afectado presenta lesiones de neumonía focal, áreas múltiples de necrosis y granulomas. Las lesiones de los sacos aéreos y las paredes internas del tórax pueden presentar crecimiento de micelios con producción de conidióforos con conidias. Las infecciones oculares son usualmente unilaterales y se presentan con lagrimeo, seguido de una conjuntivitis que puede convertirse en crónica. La misma se caracteriza por la presencia de una placa caseosa de color amarillo localizada detrás de la membrana nictitante. El humor vítreo y la córnea pueden estar afectadas.


Las infecciones en el cerebro usualmente resultan en encefalitis con ataxia, incoordinación y tortícolis. Las lesiones macroscópicas en el cerebro están usualmente circunscritas a áreas que varían de color blanco a amarillo. En las secciones histopatológicas de cerebro infectado se observan los micelios expandiéndose desde focos individuales hacia los tejidos circundantes y presentando la típica bifurcación de las hifas. Los micelios pueden ser visualizados mediante tinciones específicas para hongos.


Diagnóstico diferencial

La aspergilosis debe ser diferenciada de otras enfermedades respiratorias y micóticas. La Dactylaria gallopava es el segundo agente etiológico más común en las enfermedades respiratorias de origen micótico en las aves. La infección puede ocasionar una condición parecida a la aspergilosis, con formación de nódulos pequeños de color crema en los pulmones durante las dos primeras semanas de vida. Al igual que los Aspergillus spp, el organismo se disemina hacia el cerebro, donde causa encefalitis, o hacia los ojos, causando inflamación de los mismos. Los síntomas y lesiones causados por la dactilariasis son parecidos a los de la encefalitis. Las lesiones en el cerebro varían desde difusas, afectando todo el lóbulo, hasta abscesos circunscritos a áreas específicas. El color de estas lesiones varía desde marrón grisáceo a rojizo. Los Aspergillus spp y la D. gallopava deben ser diferenciados mediante cultivo del organismo o histopatología. 


La D. gallopava crece en Sabourad dextrosa como colonias marrones de apariencia aterciopelada, que causan que el medio circundante adquiera una coloración roja o marrón. El Aspergillus fumigatus crece como una colonia de color verde con márgenes blancos. Microscópicamente los micelios de la D. gallopava son de menor diámetro que los de los Aspergillus spp y no muestran la bifurcación de las hifas. La formación de células gigantes es una lesión característica de las infecciones por D. gallopava en el cerebro. 


Las ficomicosis ocasionadas por hongos de los géneros Rhyzopus, Absidia y Mucor son infecciones poco comunes del tracto respiratorio de las aves, pero las mismas pueden causar la aparición de nódulos en los pulmones que pueden ser macroscópicamente muy parecidos a los causados por A. fumigatus y D. gallopava. Los cultivos de Penicillium son de apariencia muy similar a los de A. fumigatus al examen macroscópico. El A. fumigatus y el Penicillium pueden ser diferenciados mediante el examen microscópico de montajes mediante cinta adhesiva de los corpúsculos productores de esporas.


Prevención, control y tratamiento

La aspergilosis en aves jóvenes puede ser controlada mediante un buen manejo de los sitios de incubación. Se pueden realizar pruebas de control en los huevos para determinar la contaminación por hongos. Deben usarse alimentos libres de hongos, almacenando estos en forma apropiada para inhibir el crecimiento de los hongos. Algunos productos alimenticios son adicionados con inhibidores del crecimiento de los hongos. Una buena limpieza, destinada a remover todo el material orgánico previo a la desinfección, es el factor más importante en la prevención de la enfermedad.


Reporte de caso

Es referido al área de necropsia del hospital veterinario del zoológico la Jungla, IRTRA, Guatemala, un ejemplar de pajuil (Crax rubra) que fue encontrado muerto en su recinto. Al examen externo, pueden verse mordeduras de ratas en área ocular y cervical, observándose el resto sin patología aparente. Durante la inspección interna se observa hemorragia abundante en cavidad celómica, la cual es retirada para observar los órganos en dicha cavidad.



Hemorragia en cavidad celómica. En la parte inferior puede observarse una masa blanquecina que ocupa los sacos aéreos torácico caudal y abdominal derechos.



Hemorragia, detalle. Puede observarse pequeña tumoración blanquecina en riñón izquierdo.


Posterior a esto puede observarse tumoración blanca y acartonada, de aproximadamente 11x6cm, que invadía el polo craneal del riñón derecho y ocupaba en su totalidad el saco aéreo torácico posterior y abdominal derecho. También se observa tumoración de aproximadamente 1x1cm en riñón izquierdo


Aspergiloma, vista externa.



Aspergiloma, vista externa. Detalle


Al ser abierta esta masa, muestra la presencia de un hongo de diferentes tonalidades, yendo desde blanco hasta verde, llevando a un diagnóstico presuntivo de aspergilosis.


Vista interna del aspergiloma



Vista interna del aspergiloma. Detalle


Se envía a laboratorio pulmón y riñón, para el diagnóstico histopatológico. La histopatología confirmó el diagnóstico clínico de aspergilosis renal, no detectando más que necrosis y células inflamatorias en la porción afectada del pulmón.

julio 31, 2023

Ovariosalpingectomía en lacértidos: indicaciones y descripción de la técnica quirúrgica

OVARIOSALPINGECTOMY IN LIZARDS: INDICATIONS AND SURGICAL TECHNIQUE DESCRIPTION


Barrueta-Acevedo, F.M






Resumen




La estasis pre y post-ovulatoria son síndromes reproductivos comúnmente vistos en hembras reptiles mantenidas en cautiverio. Las causas son numerosas y a menudo multifactoriales. La ausencia de una dieta adecuada, temperaturas ambientales menores a las óptimas, estrés por manipulación, fuentes inapropiadas de luz y sitios de anidación inadecuados, son algunas de las causas más comunes de retención de huevos en reptiles en cautiverio; enfermedades locales o sistémicas pueden también conducir a estasis ovulatoria. El tiempo de gestación depende de la especie. Una hembra grávida a menudo dejará de comer por un periodo de 3 a 4 semanas antes de la puesta, pero permanecerá activa. Un cambio en el comportamiento y agitación, puede ocurrir cuando el animal está buscando un sitio para anidar. Una hembra grávida, tranquila y deprimida, indica un problema. La pérdida de peso o masa muscular puede evidenciarse sobre la pelvis, hombros y extremidades. El abdomen puede distenderse dramáticamente, y los huevos a menudo son palpables en el abdomen o visibles en la pared corporal. Las radiografías revelarán espacios ocupados por masas lobuladas en el abdomen caudal. La calcificación de los huevos puede verse en caso de estasis post-ovulatoria. Si la estasis no responde a la corrección de los factores medioambientales o de la dieta; o cuando el uso de oxitocina es inapropiado o no responsivo, la cirugía debe ser considerada.




Palabras clave: estasis pre y post-ovulatoria, ovariosalpingectomía, lacértidos, distocia.






Abstract




Both pre and post ovulatory egg stasis are common reproductive syndromes in captive female reptiles. The causes are numerous and often multifactorial. Lack of proper diet, less than optimal environmental temperatures, handling stress, improper light sources and inadequate nesting sites are some of the common causes of egg stasis in captive reptiles. Local or systemic disease may also lead to egg stasis. The gestation time is depending on the specie. Gravid female will often stop eating for a 3-4 week period prior to egg laying, but remain active. A change in behavior and restlessness may occur as the reptile seeks a nesting site. A quiet, depressed, gravid female indicates a problem. Loss of weight or muscle mass may be evident over the pelvis, shoulders and limbs. The abdomen may distend dramatically, and eggs will often be palpable in the abdomen or visible on the body wall. Radiographs will reveal lobulated space-occupying masses in the caudal abdomen. Calcification of eggs may be visible in case of post-ovulatory egg stasis. If egg stasis falls to respond to correction of environmental or dietary factors or the use of oxytocin is inappropriate or is appropriate but nonresponsive, surgery should be pursued.




Key words: pre and post-ovulatory stasis, ovariosalpingectomy, lizards, dystocia






Introducción




Con la llegada de la estación reproductiva, en los ovarios de las hembras que están sanas y en buena condición corporal, comienza la maduración de los folículos. Esta maduración consiste, fundamentalmente, en un aumento del tamaño de los óvulos debido a la incorporación del vitelo a su citoplasma. Se pasa así de un folículo inmaduro de unos cuantos milímetros de diámetro a un folículo maduro de varios centímetros. Al completarse la maduración del folículo se produce la ovulación, pasando éste al oviducto.




En caso de realizarse la cópula es en el oviducto donde se produce la fecundación y donde el huevo adquiere sus cubiertas protectoras (membrana previtelina, albúmina, cáscara y cutícula). El ciclo se cierra con la puesta de los huevos. En el caso de los reptiles, las puestas suelen ser múltiples. De este modo, el ciclo reproductivo de la mayoría de los reptiles, podría resumirse de la siguiente forma: desarrollo folicular, ovulación, fecundación, formación de los huevos y puesta.




Sin embargo, en cautiverio son frecuentes las distocias, las dos más frecuentes son la estasis folicular o preovulatoria y la estasis postovulatoria.




Estasis folicular o preovulatoria 


En la estasis preovulatoria, los folículos se desarrollan en el ovario, pero la ovulación no llega a producirse. De este modo, los folículos continúan aumentando de tamaño en los ovarios, pudiendo llegar a fusionarse entre sí. El riesgo de que se rompan es grande, con lo que se vertería vitelo en la cavidad celómica y se produciría celomitis y la muerte de la hembra. Aunque se ha citado la posibilidad de que los folículos estásicos pueden reabsorberse en los ovarios, hasta la fecha los autores especialistas en el género, no han encontrado ningún caso.




Estasis postovulatoria


Aquí sí se produce ovulación. Los óvulos pasan al oviducto, adquieren todas o alguna de las cubiertas protectoras, pero no se produce la puesta. Los huevos estancados en el oviducto crean un problema mecánico por compresión de las vísceras vecinas: dificultan el retorno venoso al corazón, ocluyen la luz intestinal, no permitiendo la ingesta de alimento, son causa de disnea, la rotura de alguno de los huevos puede provocar una seria infección, etc. Si no se actúa a tiempo, el desenlace es idéntico al de la estasis folicular.




Existen algunas patologías que pueden afectar negativamente la puesta normal de huevos en los reptiles. Las causas más comunes que llevan a los reptiles cautivos a padecer esta patología son:


• Malnutrición.


• Enfermedad metabóloica ósea (EMO).


• No disponer de un lugar adecuado donde desovar.


• Condiciones ambientales inadecuadas.


• Huevos excesivamente grandes, deformes o rotos.


• Fecalomas o cuerpos extraños en el colon y el recto.


• Neoplasias o granulomas intra o extraluminales.


• Estrechamiento de la pelvis debido a fracturas o anomalías en el desarrollo.


• Salpingitis.




Si se observa que tras el periodo normal de gestación del reptil, este no ha desovado o lo intenta pero es difícil, se deben corregir los siguientes factores:


• Mantener al reptil a una temperatura adecuada para la especie.


• Si está en mal estado será necesario estabilizarla mediante la administración de fluidos y suplementos vitamínicos.


• Si está en buen estado debe administrarle calcio vía intramuscular durante dos o tres días; y seis horas después de la última inyección, provocar la puesta mediante la administración de oxitocina vía intramuscular. En condiciones normales la puesta debe completarse en un par de horas. Es importante tener presente que nunca hay que inyectar oxitocina como primera opción, ya que conlleva riesgos tales como desgarros en la pared del oviducto, prolapsos de oviducto, etc. Los resultados de todos modos no siempre suelen ser positivos, y algunas especies no responden de manera adecuada a la oxitocina.


• La cirugía únicamente debe realizarse tras un correcto diagnóstico de estasis folicular y en el caso de una estasis postovulatoria que no responde al tratamiento médico. Antes de cualquier intervención siempre es recomendable la extracción de sangre para conocer el estado del paciente. Es aconsejable realizar un hemograma y valorar las funciones renal y hepática. Es conveniente administrar antibióticos antes de la cirugía de manera profiláctica.




En el caso de retención de huevos se extirpan ovarios y oviducto, y en el caso de estasis folicular, basta con la extirpación de los ovarios. Tras comprobar que no hay hemorragias se procede a cerrar la incisión cutánea. Si el tamaño del paciente lo permite, lo ideal es suturar la capa muscular y la piel de forma independiente. Debido a la presencia de las escamas, en los reptiles la piel debe suturarse siguiendo un patrón de eversión. Los puntos se quitan al cabo de 30 días.




Es conveniente hacer un vendaje compresivo y acolchado para proteger la herida y reducir la inflamación, que se revisará cada 7 días. En el terrario deben retirarse las ramas y elementos que puedan causar la caída del vendaje. El sustrato deberá ser de papel periódico atóxico y cartón y se cambiará a diario. Deben retirarse los recipientes con agua, puesto que el vendaje se mojaría, la herida maceraría y los puntos de sutura acabarían por soltarse.




Después de la intervención hay que administrar antibióticos durante 10 días y analgésicos durante 3-5 días. Dado que tras la operación, las iguanas suelen dejar de comer durante 2 - 3 días, debemos aportarle una alimentación rica en agua, vitaminas y nutrientes.




Ovariosalpingectomía




La ovariosalpingectomía es una técnica quirúrgica que consiste en la extirpación de los ovarios y oviductos, impidiendo la ovulación y por lo tanto maduración de los folículos. Es utilizado como tratamiento de las distocias recurrentes en reptiles o para evitar la reproducción de los mismos.




Indicaciones


• Cuando la puesta de huevos no responde a la corrección de los factores medioambientales o dietéticos o cuando el uso de oxitocina es inapropiado o no responsivo.


• Si la oviposición se lleva a cabo durante una época, con el uso de oxitocina, ya que problemas posteriores se desarrollan con mucha frecuencia en las siguientes puestas; la cirugía elimina este riesgo potencial.


• En reptiles que serán mantenidos como mascotas y no se pretende su reproducción a futuro, así como para evitar futuras distocias en las mismas.




Preparación del paciente


• El animal es colocado en recumbencia dorsal y asegurado a la mesa de operaciones.


• El área abdominal es preparada para cirugía de manera rutinaria desde el cartílago xifoides hasta el pubis. Las soluciones de yodopovidona o clorhexidina pueden ser utilizadas en reptiles.




Descripción de la técnica quirúrgica


• Los lacértidos poseen una vena ventral que se localiza caudal a la cicatriz umbilical, a lo largo de la línea media ventral, y se encuentra suspendida de la línea alba por un mesenterio corto.


• Debe hacerse una incisión paramediana a 1-2 cm de la linea media, dependiendo del tamaño del reptil. La pequeña incisión inicial es usada para identificar la vena ventral abdominal y evitar dañarla. Esta puede hacerse con escalpelo, y después extenderse con tijera. Una incisión grande deberá realizarse después, con la finalidad de tener una buena visualización de la cavidad.






Sitio de la incisión quirúrgica






 Identificación de la vena ventral abdominal 




• Debe tenerse cuidado de no incidir la vejiga, la cual a menudo se localiza debajo de la línea alba.


• Si la vena abdominal ventral es dañada, puede ser necesario ligarla.


• Una vez que el cirujano ha accedido a la cavidad celómica, el tracto reproductivo y la posición de los huevos o folículos puede ser evaluada.




Extensión de la incisión e identificación del tracto reproductivo




• Estasis preovulatoria


o Está caracterizada por folículos ováricos amarillos, largos, que permanecen unidos a los ovarios como racimos de uvas. Puede haber 20 o más folículos en cada ovario. En algunos casos estos folículos son verdosos, necróticos y friables. Otras veces pueden asociarse a celomitis, con grandes cantidades de material purulento dentro de la cavidad celómica.


o En casos de estasis preulatoria, los ovarios son removidos. No es necesario remover los oviductos, ya que estos parecen atrofiarse y no son muy susceptibles a infecciones.


o El ovario izquierdo es gentilmente exteriorizado, y la vena y arteria ováricas son identificadas. Cuando se ligan estos vasos, debe tenerse cuidado para evitar dañar la vena renal o la glándula adrenal izquierda.


o Se crean aperturas en el mesovario avascular, y se coloca doble ligadura a los vasos, cerca del ovario, para evitar la glándula adrenal.


o Es muy importante remover el tejido ovárico, ya que el tejido remanente puede regenerarse.


o Una sutura sintética absorbible, 3-0 o 4-0 o hemoclips, pueden ser utilizados.


o Una vez que los vasos han sido ligados, el tejido es cortado entre los clips o suturas.


o El ovario derecho es exteriorizado con sumo cuidado, evitando dañar la vena cava. Anatómicamente el ovario derecho está adherido directamente a la vena cava.


o Así como la aproximación al ovario izquierdo, se deben crear aperturas a través de áreas avasculares del mesovario, y los vasos que irrigan el ovario deben ser doblemente ligados.


o El tejido entre las ligaduras es cortado y el ovario removido. Si existe algún sangrado potencial, debe corregirse.


• Estasis postovulatoria


o En este caso pueden observarse los huevos dentro de los oviductos, ocupando la cavidad celómica. Los oviductos son removidos, y los ovarios deben ser también identificados y removidos.




Exteriorización del oviducto




o El aspecto craneal y caudal de un oviducto deben ser exteriorizados, y la irrigación identificada. Desde el aspecto craneal, la fimbria delgada (infundíbulo) es ligada con sutura o hemoclips. Caudalmente, los pequeños grupos vasculares en el oviducto, son doblemente ligados, cerca de la unión con el urodeum.




Ligadura del aspecto craneal y vasos sanguíneos del oviducto






 Ligadura del aspecto caudal y vasculatura del oviducto. Detalle






Exteriorización de los oviductos, posterior a las ligaduras, anterior al corte




o El tejido entre las ligaduras es cortado y el oviducto entero es removido.


o Si existe hemorragia potencial, debe ser corregida.


o El procedimiento se repite con el oviducto opuesto.


o Después de remover ambos oviductos, los ovarios inactivos e involucionados son identificados dorsalmente y a lo largo de la línea media.


o La irrigación ovárica es sustancial, y los vasos sanguíneos cortos. Debe tenerse precaución al manipular los ovarios. A menudo los ovarios no son exteriorizados y el cirujano debe trabajar dentro de la cavidad celómica.


o Los mismos cuidados que para el caso de estasis preovulatoria deben considerarse al manipular los ovarios.


• Tejidos para histopatología e hisopados para cultivos bacterianos deben ser tomados cuando se crea necesario.




Huevos retenidos, pueden ser enviados a microbiología para descartar patógenos causantes de la distocia




• Si están presentes folículos ováricos o material purulento en la cavidad celómica, un lavado con abundante solución es recomendado, seguido por el uso apropiado de antibióticos.


• Antes de cerrar, las ligaduras ováricas deben ser observadas por si existiera hemorragia.


• El celoma es gentilmente cerrado con un patrón de sutura continuo simple, usando una sutura absorbible 4-0. Este cierre no es la capa más importante, pero ayuda a sellar el celoma. La frágil musculatura del celoma es fácil de romper, por lo que debe ser tratado con cuidado al suturarlo.


• La capa principal de sutura la conforma la piel. Un material de sutura no absorbible, tal como nylon 2-0 o 3-0 o propileno, debe ser utilizado.


• La tendencia de la piel de los reptiles a invertirse, es corregida con el uso de un patrón de sutura evertido, en “U” horizontal. Esto permite una aposición adecuada de los bordes para acelerar la recuperación.


• En general se recomienda la remoción de las suturas después de 6-8 semanas. A menudo, las suturas se caerán con la muda, antes de este periodo.




 


Sutura evertida, puntos en "U" horizontales




Consideraciones post-operatorias


• La recuperación generalmente es lenta, siempre que el paciente no tenga patologías sistémicas agregadas y se mantenga una temperatura adecuada, de aproximadamente 29.5°C, a lo largo de la recuperación.


• Puede utilizarse butorfanol (0.2–0.5mg/kg) y/o meloxicam (0.2–0.3mg/kg) q24h para el manejo del dolor.


• Una descarga serohemorrágica ligera, proveniente de la incisión puede ocurrir dentro de las primeras 24 horas posteriores a la cirugía.


• Si es requerido un antibiótico, este debe seleccionarse en base al cultivo y resultados del antibiograma.


• Se debe evitar que la iguana se moje por los siguientes 10-14 días posteriores a la cirugía. La hidratación puede mantenerse oralmente o por rocío diario. Los fluidos por vía oral o subcutánea pueden justificarse dependiendo del estado de salud del paciente.


• Un soporte asistido post-operatorio puede incluir alimentación asistida o por sonda.


• El paciente es colocado en una incubadora para su recuperación.


• El retorno a la actividad y apetito normalesas, tomará de 3 a 5 días.




Bibliografía consultada


. Lightfoot T, Bartlett L: (1999). Exotic Companion Animal Surgeries Vol 1. Zoological Education Network.


. Sanz; Rubiano; Ortega; Álvarez. (2009). Estudio de problemas de gestación en Chamaeleo calyptratus. RCCV Vol 3 (2). Madrid.


. Kramer, M.H. (2006). Veterinary Management of Chameleons. Miami, Fl. USA.

junio 30, 2023

Dermatitis fúngica en jaguar (Panthera onca)

 Fungal Dermatitis in a Jaguar (Panthera onca)


Barrueta-Acevedo, F.M.



Introducción

Las infecciones fúngicas pueden presentarse como superficiales, subcutáneas y sistémicas y mayoritariamente están causadas por hongos filamentosos, hongos dermatofitos y levaduras pertenecientes entre otros a los géneros Candida, Cryptococcus y Malassezia. Algunos de ellos pertenecen a la flora normal y en condiciones de inmunidad competente del huésped, no producen infección alguna. Este concepto de patógeno oportunista contrasta con el de otros hongos, también patógenos, que requieren de los diversos tipos de queratina presentes en la piel y anexos para su supervivencia, como son los dermatofitos.


Las micosis superficiales, afectan a piel, pelo, uñas y membranas mucosas o en general cualquier superficie sometida a rozamiento y maceración por humedad elevada entre otras condiciones predisponentes, que puedan ser susceptibles de ser infectadas por una amplia variedad de microorganismos. El espectro de agentes etiológicos involucrados en infecciones superficiales es muy variado e incluye a levaduras, hongos dermatofitos, hongos filamentosos o mohos oportunistas. Las micosis producidas por hongos dermatofitos han sido tradicionalmente conocidas como dermatofitosis o tiñas siendo agentes etiológicos los géneros Epidermophyton, Microsporum y Trichophyton.



Etiología

Algunas levaduras forman parte de la flora considerada como normal en la piel, encontrándose diferencias y predominios de sus especies, según la localización anatómica. Puesto que las dermatitis por levaduras son consecuencia de un desequilibrio de la flora normal, no es de extrañar que las lesiones se distribuyan en zonas de predominio de glándulas sebáceas.



Factores favorecedores

Diversos factores, encuadrados en el estado fisiológico (animales muy jóvenes o muy viejos, preñez, etc); mecánicos (humedad y maceración, oclusión, heridas, traumatismos); nutritivos (aporte excesivo de glúcidos, hipovitaminosis); enfermedades metabólicas y endocrinológicas (diabetes, obesidad, déficit de hierro, poliendocrinopatía); enfermedades debilitantes (neoplasias, infecciones microbianas, inanición, quemaduras); factores iatrogénicos (anticonceptivos, antibióticos, corticosteroides, inmunosupresores, agentes citotóxicos, alimentación parenteral, cirugía, infusiones, cateterismo, traqueostomía), pueden provocar un incremento en la presentación de las dermatitis de origen fúngico. En su conjunto o por separado, estos factores predisponentes potencian la colonización de la piel por parte de distintos hongos o levaduras patógenas oportunistas. El factor exógeno más importante relacionado con la aparición de las dermatitis fúngicas es el binomio calor-humedad. 



Signos y lesiones

Se caracteriza por la aparición progresiva de máculas inicialmente lenticulares y perifoliculares que, por extensión y confluencia, adquieren el tamaño de grandes placas, de bordes bien delimitados y de contornos definidos. Son lesiones asintomáticas generalmente, aunque algunos individuos pueden mostrar un ligero picor; sin infiltración y con una descamación muy fina, a veces imperceptible.


El color de estas placas varía desde el rosa claro hasta el marrón, pudiendo adoptar un aspecto blanquecino por despigmentación (ácidos decarboxílicos con efecto citotóxico sobre los melanocitos). Es frecuente que en un mismo paciente aparezcan distintas tonalidades.



Diagnóstico

Nos será de gran utilidad diagnóstica la observación con la lámpara de Wood, revelando las lesiones una fluorescencia dorada o pardusca.


La confirmación micológica se puede realizar mediante el examen directo, a partir de la muestra de escamas obtenidas mediante el raspado directo o mediante la aplicación de un trozo de cinta adhesiva transparente y aplicada sobre un porta, teñidas con azul de metileno, o tratadas con KOH (20%) mezclada con tinta Parker azul permanente o negra.


La aparición de técnicas moleculares de identificación, como la PCR, cariotipado electroforético, análisis de restricción, está permitiendo un cambio epidemiológico, al proceder a una identificación de los agentes etiológicos más precisa.


Tratamiento

El tratamiento puede consistir en la aplicación de productos tópicos o parenterales, o una mezcla de ambos, durante periodos que van desde las 4 hasta las 10 semanas, en promedio.


En ausencia de tratamiento, la infección se cronifica durante años, sobre todo en las zonas cálidas y húmedas.





Caso clínico

Se reporta el caso de un ejemplar de jaguar (Panthera onca) que presenta dermatitis de origen desconocido que se extiende por cuello y cara, con diseminación menor en el resto del cuerpo. Sus cuidadores refieren que el animal se restriega contra la malla del recinto, lo que puede empeorar la lesión. 



Lesión dérmica en región cervical y maxilar



Lesión dérmica. Detalle


Lesión dérmica en cara

Se procede a la contención química del ejemplar y toma de muestras de la lesión y de sangre para descartar origen metabólico. Se administró tratamiento temporal de amplio espectro (crema antimicótica tópica y antibiótico por vía intramuscular).


Debido a que el tratamiento de las lesiones en piel es muy prolongado y puede tardar meses hasta la recuperación total, es necesaria constancia durante el mismo. Los resultados de laboratorio fueron entregados en un periodo entre 24 horas (sangre) y una semana (cultivo de hongos), por lo que se inició con:


→ Terapia nutricional. Administración de Equilibrium AGES. Suplemento vitamínico y mineral, con ácidos grasos esenciales. 



→ Terapia ocupacional. Elaboración de helados de sangre y carne, cambio de los sitios de alimentación, con la finalidad de ofrecer actividades al animal y disminuir el estrés del mismo. También se utilizaron otros materiales para la elaboración de objetos novedosos, como cajas de cartón con carne dentro. Lo anterior con la finalidad de favorecer la presentación de conductas naturales como la exploración o la cacería, y disminuir el tiempo que el animal se restregaba contra la malla. 


Transcurrida una semana, se reciben los resultados del cultivo de hongos, mismos que concluyen que se trata de una levadura. Se instaura tratamiento con clotrimazol tópico al 1%, aplicando el mismo dos veces al día durante un periodo de ocho semanas, se continúa con la suplementación nutricional y el enriquecimiento ambiental, implementando además una rutina de condicionamiento operante, a fin de disminuir el estrés del animal durante la aplicación del tratamiento.


Al cabo de 6 semanas, se observa una gran mejoría del animal y el pelo ha comenzado a crecer en el área afectada.



Vista lateral. Se observa crecimiento de pelo en las áreas anteriormente afectadas


Vista frontal. Se observa crecimiento de pelo en las áreas anteriormente afectadas